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Scheda Riassuntiva
Anno Accademico 2017/2018
Scuola Scuola di Ingegneria Industriale e dell'Informazione
Insegnamento 085836 - APPLICAZIONI BIOTECNOLOGICHE E BIOREATTORI [C.I.]
  • 085834 - APPLICAZIONI BIOTECNOLOGICHE E BIOREATTORI [1]
Docente Candiani Gabriele
Cfu 5.00 Tipo insegnamento Modulo Di Corso Strutturato

Corso di Studi Codice Piano di Studio preventivamente approvato Da (compreso) A (escluso) Insegnamento
Ing Ind - Inf (Mag.)(ord. 270) - MI (471) BIOMEDICAL ENGINEERING - INGEGNERIA BIOMEDICA*AZZZZ085836 - APPLICAZIONI BIOTECNOLOGICHE E BIOREATTORI [C.I.]

Programma dettagliato e risultati di apprendimento attesi

DESCRIZIONE DEL CORSO

Il corso si propone di introdurre gli elementi di base per lo studio di sistemi sperimentali di interesse biotecnologico.

  • Differenze tra eucarioti e procarioti: la compartimentazione. Il dogma centrale della biologia molecolare: cenni sulla trascrizione e la traduzione. Struttura e funzione dei principali biopolimeri cellulari eucariotici quali RNA (mRNA, tRNA, rRNA), DNA (genoma, cromosomi, cromatina e geni), proteine (struttura I°, II°, III°, IV°). Sintesi, folding e degradazione delle proteine. Genotipo e fenotipo cellulare. La segnalazione cellulare. Il metabolismo cellulare. Il ciclo cellulare (fasi G1, S, G2, M) e le cellule quiescenti/senescenti (G0). La mitosi. I fattori di crescita. Sincronizzazione del ciclo cellulare. Cenni sulla meiosi.
  • Cenni sui principali sistemi sperimentali di interesse biotecnologico: cellule eucarioti in colture. Cellule primarie e linee cellulari. La morte cellulare: l'apoptosi e la necrosi. Tecniche di fusione cellulare (ibridomi) e principali applicazioni: la produzione di anticorpi monoclonali (mAbs). Differenze tra mAbs e anticorpi policlonali e tra anticorpi I° e II°. L’utilizzo degli anticorpi nelle tecniche Western Blot, Saggio Immuno-Assorbente legato ad un Enzima (ELISA), citofluorimetriche e immunofluorescenza (immunoistochimica – IHC e immunocitochimica – ICC accoppiate al trasferimento di energia per risonanza – FRET) per la rilevazione di marker cellulari (Cluster of Differentiation - CD). Procedure di estrazione delle proteine da campioni biologici. Tecniche cromatografiche e elettroforetiche (SDS-PAGE) per la purificazione e/o separazione delle proteine. Il sequenziamento peptidico. Cenni di proteomica. Esempi pratici tratti dalla bibliografia scientifica.
  • Metodi per il trasferimento genico (trasfezione e trasduzione) in cellule eucarioti e terapia genica. Tecniche di clonaggio del DNA mediante plasmidi e virus come vettori di clonaggio. Trasfezioni transienti. I geni reporter. Over-espressione genica e silenziamento. Metodi chimici (polimeri e lipidi cationici) e fisici (microiniezione, magnetofezione, sonoporazione, elettroporazione e gene gun) per trasfettare. Valutazione della trasfezione: efficienza di trasfezione e citotossicità. Parametri chimico-fisici rilevanti per la valutazione di un trasfettante: il rapporto di carica, le dimensioni e la carica delle particelle. Esempi pratici tratti dalla bibliografia scientifica. Estrazione purificazione degli acidi nucleici, PCR, PCR in tempo reale e metodi di sequenziamento. Enzimi di restrizioni, ligasi e fosfatasi. Esempi pratici tratti dalla bibliografia scientifica.

Obiettivi formativi: il corso si propone di fornire agli studenti gli elementi conoscitivi a livello molecolare e cellulare dei sistemi biologici eucarioti e le basi teoriche delle applicazioni di tecniche biotecnologiche nei campi della diagnostica e della produzione di farmaci, con particolare riferimento alle metodiche sperimentalmente rilevanti per l'analisi degli acidi nucleici e delle proteine.

 

COURSE DESCRIPTION

The course aims to introduce the basic elements for the study of experimental systems of biotechnological interest.

  • Differences between prokaryotes and eukaryotes: cell compartmentalization. The central dogma of molecular biology: short notes on transcription and translation. Notions on the structure and function of major eukaryotic cell biopolymers such as RNA (mRNA, tRNA, rRNA), DNA (genome, chromosomes, chromatin and genes), proteins (from primary to quaternary structure). Protein synthesis and degradation, folding, unfolding and misfolding. Cell genotype and phenotype. Cell signaling and metabolism. Cell cycle (G1, S, G2 and M phases) and quiescent/senescent/terminally differentiated cells (G0). Mitosis. Growth factors (GFs). Synchronization of the cell cycle. Short notes on meiosis.
  • Notes on experimental systems of biotechnological interest: eukaryotic cell culturing techniques. Primary cultures (tissue explants) and immortalization of primary cell (i.e. establishment of cell lines). Cell death: apoptosis and necrosis. Cell fusion techniques to produce hybridomas and main applications: the production of monoclonal antibodies (mAbs). Differences between mAbs and of polyclonal Abs and between I° and II° Abs. The use of Abs in Western Blot, Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay (ELISA), immunofluorescence (immunohistochemistry – IHC and immunocytochemistry – ICC coupled to Förster resonance energy transfer – FRET) and flow cytometry (FCM) techniques to detect cell markers (Cluster of Differentiation - CD). Protein extraction from tissues and cells in culture. Chromatographic techniques for the isolation and purification of proteins. Peptide sequencing. Sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE) to resolve protein mixtures. Overview of proteomics. Practical examples drawn from the literature.
  • Methods for gene transfer (transfection and transduction) in eukaryotic cells and gene therapy. DNA cloning techniques using plasmids and viruses as cloning vectors. Transient transfection. Reporter genes. Over-expression and gene silencing. Chemical (cationic lipids and polymers) and physical methods (microinjection, sonoporation, magnetofection, electroporation and gene gun) for gene delivery. Assessment of transfection: Transfection efficiency and cytotoxicity. Chemical and physical parameters relevant to the assessment of transfectants: charge ratio, complex size and charge. Practical examples drawn from the scientific literature. Extraction and purification of nucleic acids, Southern and Northern blot techniques. Polymerase chain reaction (PCR), reverse transcription PCR and real time PCR. DNA sequencing. Restriction enzymes, ligases and phosphatases. Practical examples drawn from the literature.

Educational objectives: the course aims to provide students with the molecular and cellular knowledge elements of biological eukaryotic systems and the theoretical bases of biotechnological applications such as diagnostics and drug production, with special focus on the experimentally relevant methods for nucleic acids and proteins analyses.


Note Sulla Modalità di valutazione

Valutazione:

Prima prova scritta della durata di 45 min (15 quesiti a risposta multipla, punteggio minimo per il superamento della prima prova: 9/15. Punteggi: +1 riposta corretta; 0 nessuna risposta; -0.5 risposta sbagliata), seguita da una seconda prova scritta a domande aperte della durata di 45 min (punteggio minimo per il superamento della seconda prova: 9/16) su aspetti teorici e pratici del corso. Condizione necessaria per l’ammissione al secondo scritto è il superamento della prima prova. Entrambe le valutazioni si considerano superate con punteggio minimo di 9. Il voto finale del modulo è dato dalla somma della valutazione delle due prove. Se entrambe le prove hanno avuto esito positivo, lo studente può (facoltativo) sostenere la prova orale con attribuzione di un punteggio di +/- 2 punti sul voto finale della valutazione scritta.

Non è previsto lo svolgimento della prova in itinere.

 

Evaluation:

A forty five-minute written assessment (15 multiple choice questions. Scores: +1 correct answer; 0 omitted; -0.5 wrong answer. Minimum score 9/15), followed by another forty five-minute written examination (open questions. Minimum score to  9/16) on theoretical and practical issues of the course. Each written part must be passed with a minimum score 9 to pass course overall. Students are also allowed (oral is not compulsory) to take an oral examination (+/- 2 points to be added to the final mark of the written parts), once they pass both written examinations. The final mark is the mean of the scores obtained in the two written sections.

No mid-term exam is scheduled.


Bibliografia

Mix Forme Didattiche
Tipo Forma Didattica Ore didattiche
lezione
30.0
esercitazione
20.0
laboratorio informatico
0.0
laboratorio sperimentale
0.0
progetto
0.0
laboratorio di progetto
0.0

Informazioni in lingua inglese a supporto dell'internazionalizzazione
Insegnamento erogato in lingua Italiano
Disponibilità di materiale didattico/slides in lingua inglese
Disponibilità di libri di testo/bibliografia in lingua inglese
Possibilità di sostenere l'esame in lingua inglese
Disponibilità di supporto didattico in lingua inglese
schedaincarico v. 1.6.6 / 1.6.6
Area Servizi ICT
25/07/2021